本试验利用鸭源ＮＤＶ　ＳＤＦＣ株人工感染１５日龄健康雁鹅，探讨鸭源ＮＤＶ感染雁鹅后的发病情况和各器官的病理组织学变化及鸭源ＮＤＶ抗原在人工感染雁鹅组织器官内的动态分布，为鹅ＮＤ的致病机理和防控提供理论依据。

　

     鸭源ＮＤＶ（ＳＤＦＣ株），由本实验室分离、鉴定并保存。病毒用１０日龄ＳＰＦ鸡胚复苏，盲传３代，收取尿囊液。经测定，该病毒的ＭＤＴ为６０ｈ，ＩＣＰＩ为１．２７，ＩＶＰＩ为２．１３，ＥＬＤ５０为１０－８．２∕０．２ｍＬ。

     ＳＰＦ鸡胚由山东省农科院家禽研究所提供；１５日龄健康雏鹅购自山东济宁某孵化场；抗ＮＤＶ单克隆抗体由扬州大学动物医学院秦爱建教授惠赠；ＨＲＰ－羊抗小鼠ＩｇＧ购自北京鼎国昌盛生物技术有限公司。

     ６０只１５日龄雏鹅随机均分为４组，分别为静脉注射组，肌肉注射组，点眼滴鼻组和对照组，每组试验鹅分别接种０．２ｍＬ　ＮＤＶ尿囊液，对照组与试验组进行严格隔离饲养，人工感染后逐日观察试验鹅的临床症状及发病死亡情况。

     于人工感染后２，４，６，８，１０ｄ每组各剖杀２只，观察剖检变化，同时取大脑、气管、肺脏、心脏、肝脏、肾脏、脾脏、胸腺、法氏囊、胰腺、腺胃、十二指肠等组织器官经１０％中性福尔马林溶液固定；将固定的组织样品脱水、包埋，蜡块切成４μｍ厚切片，部分用来制备病理切片，观察病理组织学变化，另一部分利用免疫组化染色技术对各组织器官中病毒抗原的分布进行检测。

     攻毒后２４ｈ试验鹅未表现出明显临床症状，部分鹅排白色水样粪便；攻毒４８ｈ后静脉注射组有３只鹅未表现明显症状突然死亡；攻毒后３～６ｄ症状明显，所有试验鹅表现精神沉郁，采食、饮水减少，排白色稀便或水样腹泻，部分鹅麻痹、瘫痪，蹲伏地上，不愿行走，出现扭头、角弓反张等神经症状，此时肌肉注射组和点眼滴鼻组开始出现死亡，静脉注射组达到死亡高峰期；攻毒后５～７ｄ肌肉注射组和点眼滴鼻组试验鹅达死亡高峰期，部分病鹅衰弱、颤栗、流泪，鼻孔流出清亮鼻液；攻毒后９ｄ基本停止死亡，病鹅开始好转、耐过。整个试验过程中，静脉注射组死亡１２只，肌肉注射组死亡６只，点眼滴鼻组死亡４只，对照组鹅未见异常表现。

     急性死亡的病鹅剖检时内脏器官无明显变化，病程稍长者可见胰腺充血、出血，有灰白色坏死灶；腺胃黏膜水肿增厚，有的腺胃乳头出血；肠道弥漫性出血；胸腺、法氏囊萎缩；脾脏有大小不等的白色坏死灶；大脑、小脑充血、水肿；肾脏肿大，输尿管扩张，充满白色酸盐；肺脏出血，气管环出血；心包积液；肝脏轻度淤血肿大，胆囊扩张，充满胆汁。

     对照组鹅未见肉眼可见的病理变化。

     发病鹅各系统的器官均有病理组织学变化，但以消化系统、免疫系统和神经系统的器官较为严重。

     ２．２．１　胰腺胰腺浆膜疏松组织水肿扩张，出血，淋巴管扩张；血管充血；整个胰腺内广泛分布大小不一的坏死灶，坏死灶周围各腺泡结构疏松，腺泡失去原有的结构，间距增大，腺上皮之间分界模糊，腺泡上皮变性、坏死、溶解，腺泡破裂，炎性细胞浸润。

     ２．２．２　腺胃腺胃黏膜上皮组织坏死脱落，固有层严重水肿，炎性细胞浸润；黏膜下浅层和深层腺体上皮变性、坏死，浅层腺体的破坏尤为严重，有的结构大部分损坏，甚至完全崩解消失；腺体之间结缔组织内血管扩张充血。

  

     ２．２．３　肠道肠道黏膜广泛出血和坏死，十二指肠尤为严重；部分病例肠绒毛脱落，肠腺坏死、崩解，形成红染物质，坏死物中混有大量细胞碎片、纤维素、胞核及红细胞（图１Ａ）；肠腺结构严重破坏，肠腺排列疏松，其上皮细胞的细胞浆消失，细胞核固缩；部分病例，黏膜下层常见严重的充血、出血，肠道淋巴组织内淋巴细胞变性坏死，数量显著减少。

     ２．２．４　胸腺胸腺组织结构松散，皮质、髓质结构不清晰，淋巴细胞数量减少，网状内皮细胞变性、坏死，间质内小血管扩张充血，并可见均匀红染的血浆渗出物（图１Ｂ）。

     ２．２．５　脾脏脾脏淋巴组织严重变性坏死和空泡化，淋巴细胞显著减少，白髓结构大部分消失，中央动脉管壁增生增厚（图１Ｃ），有的管腔完全闭塞，周围几乎没有淋巴细胞；网状内皮细胞严重水泡变性，胞核狭长并偏于一侧；红髓有程度不等的淤血、出血。

     ２．２．６　法氏囊法氏囊滤泡髓质区淋巴细胞大量坏死溶解，仅剩网状结构，皮质区淋巴细胞数量也有所减少（图１Ｄ），滤泡间小血管显著扩张、充血。

     ２．２．７　脑脑膜和脑实质中血管扩张充血，实质内可见小的出血灶，部分血管的内皮细胞因变性肿胀而向管腔内突起，并与基膜分离，血管周围淋巴间隙显著扩张，脑组织细胞排列较疏松；神经细胞变性，严重者胞核溶解消失；有些病例可见神经胶质细胞呈弥漫性或局灶性增生（图１Ｅ）。

     ２．２．８　肾脏肾脏淤血，肾小管上皮细胞颗粒变性，上皮细胞坏死、崩解，胞浆流入管腔；间质中血管充血和淋巴细胞浸润。

     ２．２．９　气管、肺脏气管黏膜上皮细胞坏死脱落，残存部分纤毛消失，杯状细胞数量增多，固有层轻度充血；细末支气管充血，毛细血管淤血，严重者呼吸性毛细管内见有红染水肿液，支气管内见有淋巴细胞及巨噬细胞。

     ２．２．１０　心脏心肌出血，心肌实质变性，肌纤维肿胀、断裂、坏死，炎性细胞浸润（图１Ｆ），肌间小血管内充满红细胞；心肌纤维间距增宽，其横纹消失，细胞浆内有细小的红色颗粒。

     ２．２．１１　肝脏肝细胞发生颗粒变性、水泡变性或脂肪变性，组织结构破坏；肝窦轻度淤血；小叶间质中血管显著充血，部分病例在血管周围可见程度不等的炎性细胞浸润；严重者肝脏大片实质发生坏死，在残存肝组织间质中有单核细胞及淋巴细胞浸润。

     对照组鹅组织未表现出明显的病理变化。

　

     用免疫组化染色技术，对试验组病鹅不同时间所取的各组织器官进行检测，结果显示，从胰腺、腺胃、肠道、胸腺、脾脏、法氏囊、脑、肾脏、气管、肺脏、心脏、肝脏等多种组织中均能检测到阳性信号，其中肠道、胰腺、胸腺、脾脏、法氏囊、肾脏、心脏、脑的阳性率较高，但肌肉注射组和点眼滴鼻组各组织器官的阳性信号数量少于静脉注射组。

  

     被检测到阳性信号的器官病毒抗原主要分布在胰腺腺泡、腺胃黏膜、气管黏膜、肠黏膜及肠腺的上皮细胞；法氏囊皱襞黏膜上皮细胞及滤泡淋巴细胞（图２Ａ），法氏囊、胸腺及脾脏的网状细胞（图２Ｂ，Ｃ）；肝细胞、枯否氏细胞及大脑神经元、脑血管的内皮细胞（图２Ｄ）；肾小管上皮细胞（图２Ｅ）；肺内各级支气管上皮细胞及巨噬细胞；心肌纤维中亦有分布（图２Ｆ）。在攻毒后１０ｄ这些阳性信号在各组织器官内仍然存在，但阳性信号的范围缩小，强度减弱。

     对照组鹅各组织中均未检测到阳性信号。

     本试验利用鸭源ＮＤＶ（ＳＤＦＣ株）人工感染１５日龄雁鹅，研究结果表明，通过静脉注射和肌肉注射可使试验鹅严重发病死亡，剖检病变明显，ＮＤＶ对鹅组织器官这种严重的病理损伤，可能是导致试验鹅体质量和大小产生显著性发育差异的根本原因。由此可以看出，该株ＮＤＶ通过静脉注射和肌肉注射对鹅具有很强的致病性，而在自然条件下，ＮＤＶ不可能由这些途径来感染鹅，点眼滴鼻途径可模仿自然感染，侧重于呼吸道症状，并不会引起严重死亡。但是值得注意的是，ＮＤＶ是一种动态进化中的病毒，病毒在进化过程中是否能够突破鹅的防御机制，从而导致鹅ＮＤ的暴发，还需进行进一步深入研究。病理组织学结果表明，ＮＤＶ能对鹅多个组织器官造成损伤，在人工感染后的３～５ｄ，各个组织器官就表现出明显的病理变化。试验鹅病变组织可见明显的网状内皮细胞增生，在肝脏、肾脏、脾脏、心脏及脑组织中，淋巴细胞和浆细胞弥漫性浸润，有时形成浸润灶，脑血管周围管套的形成，限制了病毒在脑内的扩散，这些都是机体抗病毒损伤的反应。但随着病程发展，免疫器官损伤严重，机体免疫力下降，造成各器官系统功能障碍，从而导致机体衰竭死亡。

     病毒抗原的分布检测结果显示，试验鹅接种ＮＤＶ后２ｄ即可在多个组织器官中检测到阳性信号，表明ＮＤＶ在鹅感染的早期就进行复制，阳性信号主要见于组织器官的上皮细胞、淋巴细胞、网状细胞和巨噬细胞的胞浆内，使这些组织器官出现不同程度的损伤。其中胸腺、脾脏、法氏囊阳性反应最强，说明这些器官是该株ＮＤＶ的主要靶器官，病毒在这些器官内复制、增殖，造成宿主细胞的损伤，导致细胞功能的丧失及组织破坏，增加细菌继发感染和多重感染的机会，从而加重疾病的发展。

     陈立功等用鹅副黏病毒人工感染鹅，应用ＩＨＣ法仅在少数人工感染鹅的脑和心肌组织中检测到病毒。吴焕荣等用鸭副黏病毒人工感染鸭，应用ＩＦＡ法在这２种组织中也检测到病毒，但检出率较低。本试验在感染鹅的大脑和心脏中能检测到阳性信号，这与上述报道一致。但与上述报道不同的是，本试验感染鹅的大脑和心脏中阳性信号较多，这可能与病毒毒株、接种途径、接种日龄、检测方法等有关。

     综上所述，水禽不仅带毒，而且也能发病。有学者报道，鹅ＮＤＶ曾使南非ＮＤ的控制面临难题，ＮＤＶ在鸭、鹅体内的贮存及传播已经对养禽业构成潜在的威胁。我国水禽养殖量大，养殖密度高，养殖情况较复杂，不同种群之间接触的频率提高，增加了ＮＤＶ在不同禽类间的传播机会。因此，定期监测鸭、鹅等水禽体内及其环境中ＮＤＶ的流行情况，是预防和控制ＮＤ发生及流行的重要手段。

（山东农业大学动物科技学院，鲁爱玲，刁有祥，崔京腾，葛平萍，孙晓艳，王蛟，张璐）